ROS信号分子及其在植物抗病反应中的作用
俞禄珍;王晨;陆苗
【摘 要】综述了ROS在植物抗病反应中的机理及作用.
【期刊名称】《陕西林业科技》
【年(卷),期】2015(000)002
【总页数】3页(P70-72)
【关键词】活性氧;信号分子;抗病;应用
【作 者】俞禄珍;王晨;陆苗
【作者单位】上海市城市建设工程学校;上海东郁园林科技有限公司,上海徐汇200232;常州出入境检验检疫局,江苏常州213000
【正文语种】中 文
【中图分类】Q507
ROS是指一类化学性质活泼，氧化能力很强的含氧物质的总称，包括O2·-、·OH、1O2、H2O2及脂类过氧化产物(脂氧自由基LO ·、脂过氧化物LOO ·等)[1]。正常生长条件下，植物体内抗氧化系统能保持其体内ROS的产生和清除处于动态平衡之中；而植物在生物和非生物胁迫下，体内的抗氧化机制遭到破坏，ROS产生和清除的平衡遭到破坏，致使ROS过量积累，产生氧化迸发(oxidativeburst)现象[2]。
自Doke在研究马铃薯块茎受晚疫病菌(Phytophthora infestans)无毒小种侵染时首次观察到ROS的积累以来，大量研究表明，细菌、真菌、病毒和线虫等病原物侵染都能诱导植物体内ROS的大量产生和积累，这也被认为是寄主植物对病原物入侵应答的最早反应之一，同时，活性氧的产生和积累在植物与病原物亲和与不亲和互作中存在差异[3]。一般认为，非亲和互作中活性氧积累快且产生量大，且通常出现两次活性氧的突增；而亲和互作中活性氧含量基本不变，即使升高，也只出现一次突增；第二次持续时间相对较长的活性氧突增仅出现在HR中，对HR反应具有专化性[4]。但也有研究表明，感病寄主体内活性氧含量的大幅升高在不同的寄主-病原物互作中呈现出不同的变化。如Blumeria graminis f.sp.hordei侵染大麦后，
大麦体内出现三次活性氧突增。小麦受Septoria tritici侵染后，体内也出现三次活性氧突增[5]。
reactive oxygen species (ros)
研究表明，在植物体内ROS因积累水平的不同而起着双重作用：高浓度下，ROS会破坏蛋白质结构、诱变DNA链断裂，还攻击细胞膜，导致细胞氧化损伤，使其丧失正常生理功能；适当浓度下，ROS在植物的抗病反应中起积极作用[6]。
ROS对病原物可直接起毒害作用[7]。Keppler等研究发现，烟草悬浮细胞接种野火病细菌(Pseudomonassyringae  pv.tabaci)后，会产生大量活性氧，同时细菌数量明显下降，但加入SOD 等活性氧清除剂后，细菌数量明显增加[1]。体外的实验则表明，O2·-及H2O2对真菌生长具有直接毒害作用，一定浓度下可抑制真菌孢子萌发[2]。
另一方面，ROS还可作为信号分子直接或间接的激活抗性基因和防卫基因表达[3]。研究表明，ROS可诱导植物体内抗氧化酶活性的提高来抵御病原的入侵。Levin等发现外源H2O2可以诱导大豆悬浮细胞中GST转录明显增加，H2O2清除剂能阻止这种效应[3]。在水稻幼苗中的研究也表明，H2O2处理对水稻苗体内CAT和POD活性大小的影响具有浓度效应[8]。采用H2O2处理还可明显提高番茄体内CAT活性，延缓CAT活性的降低，抑制细胞膜脂过氧化反
应的发生，提高植物抗性[8]。另有研究表明，采用H2O2处理菜豆悬浮细胞，细胞内PAL、CHS等植保素合成所需酶基因表达量上调；而使用SOD 、CAT 等活性氧清除剂处理则可有效地抑制植物中植保素的合成与积累[9]。
此外，ROS还参与了细胞壁的木质化及蛋白质与细胞壁的交联作用，以此加固植物细胞壁来抵御病原物入侵。Olson和Varner 观察到，植物受病原物侵染后组织的木质化位点有H2O2合成现象[2]。Thorda Christensen等发现，大麦-白粉菌(Blumeriagraminis f.sp.hordei)互作中，H2O2在寄主细胞壁乳突产生的过程中起促进作用[6]。采用病原菌激发子处理均可诱导黄瓜子叶中H2O2积累及木质化的发生，而CAT处理则有效抑制H2O2的产生和木质化发生[8]。Fry等还发现，ROS能促使细胞壁上酚类物质交联形成聚合体，提高细胞壁强度，抵御病原物入侵[2]。
研究表明，活性氧还可诱发植物过敏反应的发生。王源超研究表明，在棉疫菌(P.boehmeria)蛋白激发子诱发烟草HR的建立中，H2O2是一种重要的信号分子[10]。葛秀春在水稻-白叶枯病菌互作的研究中发现，使用抗氧化物质清除ROS后，水稻HR死亡的细胞数量明显较少[11]。另有研究表明，植物受病原物侵染后，体内O2·- 的积累水平与过敏性坏死细胞数量呈正相关，外源SOD处理受TMV感染的烟草叶片可明显抑制HR反应的扩展[7]。
然而，Delledone等在研究大豆悬浮细胞HR中提出，HR的发生需要NO与H2O2的协同作用，只有两者的浓度处于某一平衡状态时才能诱导HR发生，单独一种浓度过高或过低，都会抑制HR的产生[12]。但也有研究表明，这不是一个普遍规律[13]。齐放军等研究发现，在水稻细胞HR诱导中并不存在着“NO/ H2O2平衡作用机制”，这两种信号分子可以独立或协同诱导水稻细胞HR的产生，NO与H2O2浓度平衡与否对HR的发生并无影响[7]。大量的离体实验也表明，单独的外源H2O2即能诱导日本结缕草、拟南芥、大豆细胞HR的发生[3,4,6,14]。Montillet等研究还发现，白天和黑夜，烟草体内诱导HR发生的信号转导途径是不同的[9]。这些结果暗示了植物体内诱导HR的机制不同，而同一种植物在不同的环境条件下也存在着不同的诱导机制。
在植物细胞正常代谢过程中，ROS可由多种代谢途径产生，如光合作用和光呼吸作用。细胞内具有高度氧化活性或强烈电子传递作用的细胞器或部位都可以产生，如叶绿体、线粒体和过氧化物体等，其中线粒体是其产生的主要部位[58]。
植物线粒体内发生的电子传递过程，并非完全绝缘，会发生电子泄露现象，即电子并未传递给呼吸链底物端的一些物质(如黄素蛋白、非血红素铁蛋白、醌等)，而是直接启动O2的单电
子还原反应，产生O2·- ，O2·- 在体内SOD催化下，又可通过歧化反应生成H2O2[8]。Lass等证明结合于线粒体膜上的CoQ含量与线粒体中自由基的产生速度呈正相关；复合物Ⅰ的黄素蛋白和复合物Ⅲ的细胞素b566也与O2·-的产生有关[9]。
研究表明，植物细胞还可通过酶途径产生ROS[6]。细胞膜上的还原型辅酶Ⅱ氧化酶(NADPH氧化酶)，细胞壁上的过氧化物酶(cell wall peoxidase，CW-POD)、胺氧化酶(amine oxidase)、草酸氧化酶(oxalate oxidase)以及细胞质内的黄嘌呤氧化酶(xanthine oxidase，XO)等都是活性氧产生的重要酶类[7]。
Doke等发现，马铃薯受晚疫病菌(P.infestans)侵染后，块茎中O2·-的产生主要与NADPH氧化酶有关，且该酶位于质膜上[46]。莴苣受菜豆枯萎病菌(Pseudomonas syringae pv.phaseolicola)侵染后，胞外POD也参与了O2·-积累[13]。另有研究表明，黄嘌呤氧化酶(XO)也与活性氧的产生有关。菜豆受菜豆枯萎病菌(P.syringae pv.phaseolicola)侵染后，细胞内XO活性出现明显升高，且外源XO抑制剂处理阻止了菜豆体内HR反应的发生。有报道在大麦-白粉菌(Erysiphe graminis)互作中，胞外草酸氧化酶活性也对体内H2O2的产生起着重要作用[3]。
近年来，研究表明，植物受病原物侵染后，体内活性氧的突增不仅仅是由一种酶引起的，而是由多种酶共同作用。Able等在烟草与烟草疫酶(Phytophthora nicotianae)互作中则发现，活性氧的突增是NADPH氧化酶、胞外POD和XO共同作用的结果[6]。葛秀春在水稻与白叶枯病菌互作中的研究也表明，NADPH氧化酶、胞外POD、胺氧化酶DAO共同参与了水稻HR反应中活性氧的大量积累[37]。
【相关文献】
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